Биохимия старения

Канунго М. С.

Метилирование

Метилирование гистонов является постсинтетической необратимой модификацией, которая катализируется гистон-метилтрансферазой III, присутствующей во фракции НГБ хроматина. Эта модификация была впервые обнаружена Олфри и сотрудниками [13]. Гистон-метилтрансфераза III катализирует переход СН₃– группы из S-аденозилметионина в -NH₂– группу лизинового остатка, как показано ниже:

Эта модификация гистонов происходит после их связывания с ДНК. Метальные группы гистонов в отличие от фосфорильных и ацетильных групп не вступают в дальнейшие реакции [62, 63]. Вследствие этого метилирование является стабильным процессом. Цитоплазматический фермент — метилаза I метилирует аргинин прежде, чем гистон проникает в ядро [363]. НГБ метилируются особым ферментом. С атомом -N-лизинового остатка могут быть связаны одна, две или три метальные группы, которые последовательно вводятся одним и тем же ферментом. Поэтому

метиллизиновые остатки могут представлять собой моно-, ди- или триметиллизин. В основном метилируются гистоны Н3 и Н4. В гистоне Н3 соотношение моно-, ди- и триметиллизинов составляет 1,8:1,0:0,45. В гистоне Н4 отношение моно- к диметиллизину равно 0,7:1,0. Таким образом, гистон Н3 метилирован в большей степени, чем гистон Н4. Очищенные гистоны в противоположность гистонам, связанным с хроматином, являются неподходящими субстратами для метилирования. Метилированные гистоны Н3 и Н4 после выделения могут метилироваться и дальше по центрам, отличным от тех, по которым идет реакция для гистонов, связанных с хроматином. Очевидно, эти дополнительные центры недоступны для метилирования из-за специфической конформации в хроматине. Метиллизины расположены вблизи ацетилированных лизинов.

Метилирование гистонов Н3 и Н4 происходит только в NH₂– концевой области. Гистон Н3 из тимуса теленка метилируется в Lys-9 и Lys-27, а гистон Н4 — в Lys-20. Оба лизина в гистоне Н3 могут быть моно-, ди- и триметилированы, но в гистоне Н4 триметиллизин не образуется [100, 107, 164]. Гистон Н3 имеет дополнительный центр метилирования — Lys-4. Центры метилирования гистонов Н3 и Н4 так же, как их последовательности аминокислот, чрезвычайно консервативны. K_м и V_max для метилирования гистонов Н3 и Н4 различны. S-аденозилгомоцистеин — продукт реакции, которую катализирует метилтрансфераза III, — является конкурентным ингибитором субстрата [109, 363].

Метилирование гистонов клеток HeLa происходит главным образом в S-фазе [219]. В культуре ткани метилирование протекает в течение всего клеточного цикла, но максимальная скорость наблюдается между S- и G₂– фазами перед началом митоза [320, 350, 352]. Возможно, метилирование необходимо для подготовки хроматина к митозу. После частичной гепатэктомии метилирование гистонов происходит во время важного для клетки периода после S-фазы [218]. Степень метилирования гистонов Н3 и Н4, по-видимому, одна и та же во всех органах, но изменяется с возрастом [107]. У десятидневных крыс молярное соотношение моно-, ди- и триметиллизинов в гистоне Н3 составляет 0,55:1,0:0,35. Молярное соотношение моно- и диметиллизинов в гистоне Н4 в том же возрасте равно 0,1:0,9. С увеличением возраста наблюдается постепенный сдвиг в сторону более метилированных форм. Гистоны Н3 и Н4 в мозгу взрослых крыс не обновляются, так же как не обновляются и их метальные группы независимо от полипептидных цепей [108]. Хонда и др. [165] показали, что метилирование гистонов необратимо и в других тканях. Когда молодым крысам вводили меченый лизин и метионин, значительные количества каждой метки обнаруживали в гистонах мозга. Однако у взрослых особей находили лишь следы этих меток. Если ядра из клеток мозга взрослых крыс инкубировать с S-аденозилметионином, то ни одна метильная группа не включается в гистоны Н3 и Н4. Эти результаты свидетельствуют о том, что метилирование гистонов заканчивается перед наступлением зрелости. Метилированные гистоны могут иметь несколько функций. 1) При метилировании лизиновых остатков, в частности при образовании трифениллизинов, повышается pK -NH₂– группы лизина и увеличивается основность гистонов. Это может усиливать связь гистонов с ДНК. 2) Метилирование гистонов Н3 и Н4 может играть важную роль в структуре нуклеосом. 3) Метилированные гистоны могут необратимо "запирать" ДНК и препятствовать репликации. Возможно, этим объясняется переход клеток в постмитотическое состояние. 4) Метилированные гистоны могут ингибировать транскрипцию. Для оценки роли метилирования гистонов в структуре и функциях хроматина необходимы дальнейшие исследования.

ADPрибозилирование

Есть сообщения, что поли-ADPрибоза ковалентно связывается с ядерными белками [269, 279]. Было показано, что эта реакция катализируется поли-ADPрибозополимеразой, ассоциированной с хроматином [334]. Молекула фермента из тимуса быка состоит из одной полипептидной цепи с мол. массой 130000; этот фермент полностью активен только в присутствии ДНК [380]. Он связан с межнуклеосомной областью хроматина и, по-видимому, способствует образованию структур хроматина высшего порядка [55]. Субстратом в этой реакции служит NAD⁺ [56]. Фермент ингибируется никотинамидом, тимидином, цитокининами и метилксантином [226]. В основном ADPрибозилированию как in vivo, так и in vitro подвергается гистон Н1 и до некоторой степени гистон Н2В. Другие нуклеосомные гистоны в печени крыс модифицируются чрезвычайно слабо (если вообще модифицируются) [277, 356]. Центр ADPрибозилирования в гистоне Н1 все еще окончательно не идентифицирован. Было высказано предположение, что он присоединен эфирной связью к глутамату [106]. С помощью фермента в гистон последовательно внедряется от двух до одиннадцати молекул ADPрибозы. Сообщалось о наличии в ядрах клеток из печени крысы разветвленных цепей ADPрибозы, состоящих из 65 остатков [339]. Модификация, по-видимому, происходит следующим образом:

Фосфорилирование серина препятствует ADPрибозилированию [69]. Серии также может быть ADPрибозилирован [277]. Гистон Н₆ (белок HMG спермы форели), протамины и некоторые компоненты НГБ также ADPрибозилируются [271, 374, 381]. Связь с ADPрибозой неустойчива в щелочной среде [155]. Поли-(ADPрибозо)гликогидролаза отщепляет полимер от гистона [254]. ADPрибозилированные гистоны легче отделяются от хроматина, чем другие модифицированные гистоны. По-видимому, после ADPрибозилирования связь гистонов с ДНК ослабевает. Это происходит из-за увеличения отрицательных зарядов гистонов и, кроме того, из-за большого размера молекулы, которая способна деформировать структуру хроматина [286]. Функция полимеров ADPрибозы, ковалентно присоединяющихся не только к гистонам, но и к НГБ, еще не установлена. Предполагается, что они участвуют в синтезе и репарации ДНК, в образовании структуры хромосом и в дифференцировке клеток. Содержание ADPрибозополимеразы увеличивается в 3–4 раза в G₁– фазе и в процессе дифференцировки эритролейкозных клеток мышей [298]. В клетках HeLa наиболее интенсивное поли-ADPрибозилирование наблюдается в фазе G₁, а самое слабое — в фазе S. В результате ADPрибозилирования ядерных белков может происходить их отделение от ДНК, что содействует ее репликации в S-фазе. Таким образом, рассматриваемая модификация может быть необходимой для репликации ДНК. Это подтверждается тем фактом, что синтез ДНК в ядрах, выделенных из печени куриного эмбриона, после ADPрибозилирования увеличивается [341].

Полиамины — спермин, спермидин и путресцин — стимулируют ADPрибозилирование ядерных белков в упомянутом порядке. Стимулирующим эффектом обладает также Mn²⁺ [340]. ADPрибозилирование гистонов Н1 в клетках HeLa увеличивается в присутствии полиаминов почти в 3 раза [61]. Спермин стимулирует ADPрибозилирование НГБ клеток в культуре, а Mn²⁺ стимулирует ADPрибозилирование гистонов. Если в инкубационной среде присутствуют и спермин, и Mn²⁺, то НГБ модифицируются в большей степени, чем гистоны. Таким образом, полиамины и ионы металлов оказывают, по-видимому, регулирующее действие на ADPрибозилирование ядерных белков.

Подводя итоги, можно сказать, что ковалентные модификации хромосомных белков, в частности гистонов, могут оказывать значительное влияние на структуру и функции хроматина. Основные характеристики модифицирующих реакций показаны на рис. 2.4 и заключаются в следующем. 1) Фосфорилирование и ADPрибозилирование происходят в основном в гистоне Н1, а ацетилирование и метилирование — в нуклеосомных гистонах. 2) Фосфорилирование, ADPрибозилирование и ацетилирование приводят к уменьшению общего положительного заряда гистонов и к отделению их от ДНК, тогда как метилирование ведет к увеличению положительного заряда, что делает связь с ДНК более сильной. 3) Гистоны могут претерпевать все эти изменения одновременно, что приводит к значительным изменениям их ионной структуры. 4) Фосфорилирование, очевидно, представляет собой общее явление: оно менее специфично по сравнению с другими модификациями и происходит в делящихся клетках в течение всего клеточного цикла. По-видимому, фосфорилирование необходимо для репликации ДНК и деления клеток. Три другие модификации, вероятно, более специфичны. Ацетилирование происходит главным образом в метаболически активных клетках и, по-видимому, включено в процесс транскрипции. Метилирование, будучи необратимым процессом, может быть важным для репрессии активности генов и для дифференцировки. 5) Все эти модификации специфически модулируются специальными эндогенными эффекторами, в том числе гормонами. Специфические и дифференциальные модификации хромосомных белков могут происходить в разные периоды жизни и приводить к избирательной экспрессии генов.

В то время как накоплено значительное количество данных о ковалентных модификациях гистонов, о подобных модификациях НГБ известно относительно мало. Скудна также информация о скоростях и последовательности дефосфорилирования, деацетилирования и де-ADPрибозилирования.

Модуляция модификаций хромосомных белков

Описанные выше реакции хромосомных белков катализируются специфическими ферментами. Поэтому факторы, изменяющие содержание, и активность этих ферментов, могут также изменять степень этих модификаций и, следовательно, структуру и функции хроматина. Кроме того, скорость и глубина модификаций, особенно тех, которые, подобно фосфорилированию и ацетилированию, характеризуются высокой обратимостью, могут регулироваться фосфатазами и деацетилазами соответственно. Содержание и активность этих ферментов в свою очередь контролируются набором других эффекторов.

Фосфорилирование хромосомных белков осуществляется протеинкиназами, которые обычно активируются сАМР. По-видимому, эти протеинкиназы имеют различную специфичность не только по отношению к гистонам и НГБ, но и по отношению к различным центрам гистонов. Протеинкиназы активируются сАМР, который синтезируется с помощью аденилатциклазы. Содержание сАМР зависит от фосфодиэстеразы (рис. 5.2). Таким образом, изменения в содержании и активности одного или нескольких ферментов влияют на скорость и уровень фосфорилирования [137]. Кроме того, уровень фосфорилирования регулируется также содержанием фосфатаз. Свойственна ли фосфатазам специфичность, как протеинкиназам, неизвестно.

Фосфорилирование хромосомных белков катализируется специфическими протеинкиназами, которые стимулируются сАМР in vitro [213] и in vivo [214]. сАМР-зависимая протеинкиназа из молочной железы коровы фосфорилирует гистоны, богатые лизином, но неактивна в отношении гистонов, богатых аргинином [28]. Кальций ингибирует аденилатциклазу, и поэтому в его присутствии содержание сАМР уменьшается [38]. Вместе с тем он стимулирует гуанилатциклазу и увеличивает содержание cGMP [132]. Поэтому изменение содержания кальция может приводить к изменению содержания циклических нуклеотидов, что в свою очередь может оказывать влияние на активность протеинкиназ и, следовательно, на степень фосфорилирования белков [204]. Содержание кальция в крови и тканях в различных физиологических условиях различно, причем оно изменяется с возрастом [246]. От него зависит фосфорилирование хромосомных белков. В экспериментах in vitro показано, что кальций ингибирует фосфорилирование гистонов из полушарий большого мозга и стимулирует фосфорилирование НГБ [182]. Кальций, будучи катионом, способен вытеснять гистоны из хроматина, взаимодействовать с отрицательно заряженными фосфатными группами ДНК [76] и, таким образом, изменять ее матричную активность. Как одновалентные, так и двухвалентные катионы (Na⁺, K⁺ и Mg²⁺) ингибируют фосфорилирование гистонов [256], причем ингибирование Mg²⁺ следует из того, что он связывается с АТР. Было показано, что Zn²⁺ способствует образованию аномально высокого количества фосфорилированного гистона Н1, ингибируя активность Н1-гистон-фосфатазы [324].